ANNEXES
ANNEXE I
PERTINENCE DES ÉLÉMENTS DE QUALITÉ DE L’ÉTAT ÉCOLOGIQUE DES EAUX DE SURFACE
L’élément de qualité substances de l’état écologique est pertinent pour tous les types et catégories de masse d’eau de surface (cours d’eau, plans d’eau, eaux de transition et eaux côtières), que ces masses d’eau soient naturelles, artificielles, ou fortement modifiées.
Un élément de qualité (hors substances) est pertinent pour un type de masse d’eau de surface lorsqu’il apporte des informations valables pour en évaluer l’état écologique. Cela implique de pouvoir définir pour cet élément des valeurs de référence caractéristiques du type de masses d’eau de surface considéré, indépendamment de la disponibilité actuelle de ces valeurs.
La collecte des données est menée sur l’ensemble des types de masse d’eau de surface où l’élément de qualité est pertinent même si les modalités d’évaluation de l’état écologique pour cet élément de qualité ne sont pas arrêtées.
Les éléments de qualité applicables aux masses d’eau de surface artificielles ou fortement modifiées sont ceux qui sont applicables aux masses d’eau des catégories d’eau de surface naturelle (cours d’eau ou plan d’eau) qui ressemblent le plus à la masse d’eau de surface artificielle ou fortement modifiée concernée.
La pertinence des éléments de qualité physico-chimique (hors substances) et hydromorphologique des eaux douces de surface est précisée dans la colonne « sites concernés » des tableaux 44 et 45 de l’annexe VI.
La pertinence des éléments de qualité de l’état écologique est définie par typologie de masse d’eau (cf. arrêté du 12 janvier 2010 relatif aux méthodes et aux critères à mettre en œuvre pour délimiter et classer les masses d’eau et dresser l’état des lieux prévu à l’article R. 212-3 du code de l’environnement) :
– pour les cours d’eau et plans d’eau, la pertinence de chacun des éléments de qualité biologique est évaluée dans les tableaux 1 à 12 ; la physico-chimie et l’hydromorphologie étant pertinentes pour toutes les typologies. A noter que tous les éléments de qualité biologiques ne sont pas pertinents sur les canaux : le cas des canaux est ainsi traité en bas de tableau de chaque élément ;
– pour les masses d’eaux côtières et de transition, la pertinence de chacun des éléments de qualité biologique et physico-chimiques est évaluée dans les tableaux 13 à 22 ; l’hydromorphologie étant pertinente pour toutes les masses d’eau.

Pertinence de l’élément de qualité macrophytes pour les cours d’eau des DOM
Cet élément de qualité n’est pas pertinent pour les DOM.

ANNEXE II
SUBSTANCES DE L’ÉTAT CHIMIQUE DES EAUX DE SURFACE ET POLLUANTS SPÉCIFIQUES DE L’ÉTAT ÉCOLOGIQUE DES EAUX DE SURFACE
Le tableau 23 récapitule les codes Sandre et les numéros CAS des substances de l’état chimique devant être surveillées dans les eaux de surface.
Certaines substances font l’objet d’un double suivi sur la matrice biote et sur la matrice eau, en vue respectivement de la mesure d’une concentration moyenne annuelle et d’une concentration maximale annuelle.
Pour le DEHP, les chloroalcanes et le pentachlorobenzène, la directive 2013/39/UE préconise un suivi sur eau sur l’ensemble du réseau de contrôle de surveillance. Il est préconisé de suivre ces substances sur biote lorsque cela est possible, compte tenu de leurs propriétés physico-chimiques, de leur potentiel de bioaccumulation et de l’existence d’une norme de qualité environnementale dans le biote. A défaut, le suivi pourra être réalisé sur la matrice eau.
Pour les bassins métropolitains, la mise en œuvre du suivi dans la matrice biote est détaillée dans la note technique du 26 décembre 2017 relative au suivi des substances de l’état chimique des eaux de surface dans le biote.
Pour les bassins ultramarins, la mise en œuvre du suivi dans la matrice biote sera précisée dans une note technique dédiée. Dans l’attente de la parution de ces éléments, le suivi sur biote n’est pas imposé en outremer.
Le suivi sur sédiments est destiné à l’évaluation des tendances (cf. annexe VI, paragraphe 8).
Tableau 23 : substances de l’état chimique des eaux de surface

(1) C.A.S. : Chemical abstract service

Le tableau 24 récapitule les codes Sandre et les numéros CAS des polluants spécifiques de l’état écologique à surveiller dans les eaux de surface, ainsi que les bassins concernés par cette surveillance.
Tableau 24 : polluants spécifiques de l’état écologique des eaux de surface

L’unique polluant spécifique de l’état écologique à surveiller en eaux littorales est le chlordécone. Celui-ci est à suivre uniquement en Guadeloupe et en Martinique.
L’ensemble de ces polluants est à suivre dans la matrice eau, à l’exception du chlordécone, dont la matrice de suivi privilégiée est le biote.

ANNEXE III
SUBSTANCES PERTINENTES À SURVEILLER DANS LES EAUX DE SURFACE
Contrairement aux substances de l’état chimique et de l’état écologique, les substances pertinentes à surveiller ne sont pas utilisées pour évaluer l’état des eaux de surface.
Il s’agit de substances recherchées pour répondre aux objectifs du point I de l’article 4 du présent arrêté, et notamment pour préciser les niveaux de présence et de risque associés à ces substances, en vue d’une possible inclusion dans les listes de polluants spécifiques.
Les listes de substances ci-dessous constituent, avec les substances de l’état chimique et les polluants spécifiques, le socle minimal de substances à surveiller pour les eaux de surface, identifiées au terme d’une réflexion menée collectivement au niveau national. Les bassins complètent cette surveillance en fonction des enjeux spécifiques identifiés au niveau de chaque bassin.
Si une substance est identifiée comme polluant spécifique dans un bassin métropolitain, pour tous les bassins métropolitains pour lesquels cette substance n’est pas un polluant spécifique, cette substance est surveillée comme substance pertinente.
Par ailleurs, il peut être choisi de ne pas surveiller les substances pertinentes identifiées comme pesticides dans les tableaux ci-dessous, et dont les usages ne correspondraient à aucune culture présente sur le bassin.
Certaines substances sont identifiées dans les tableaux ci-après comme faisant partie d’une liste A, d’une liste B ou à la fois d’une liste A et d’une liste B, suivant les difficultés analytiques identifiées.
Les substances faisant partie de la liste A sont surveillées dès le début de cycle en respectant la limite de quantification (LQ) en vigueur dans l’avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques.
Les substances faisant partie de la liste B sont surveillées à partir du milieu du cycle, soit à partir de 2019, en respectant la LQ en vigueur dans l’avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques.
Pour les substances faisant partie à la fois de la liste A et de la liste B :
– pour les cours d’eau, la première année de surveillance aura lieu lors de la première partie du cycle, soit avant 2019, et la seconde année à partir du milieu du cycle, soit à partir de 2019, en respectant la LQ en vigueur à la date de surveillance dans l’avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques.
– pour les plans d’eau et les eaux littorales, l’année de surveillance aura lieu à partir du milieu du cycle, soit à partir de 2019, en respectant la LQ en vigueur dans l’avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques.
SUBSTANCES COMMUNES METROPOLE ET DOM
Matrice eau
Tableau 25 : substances pertinentes communes métropole et DOM à surveiller dans les eaux de surface, matrice eau

Matrice sédiment
Tableau 26 : substances pertinentes communes métropole et DOM à surveiller dans les eaux de surface, matrice sédiment

SUBSTANCES COMPLEMENTAIRES POUR LA METROPOLE
Matrice eau
Tableau 27 : substances pertinentes complémentaires pour la métropole à surveiller dans les eaux de surface, matrice eau

Matrice sédiment
Tableau 28 : substances pertinentes complémentaires pour la métropole à surveiller dans les eaux de surface, matrice sédiment

SUBSTANCES COMPLEMENTAIRES POUR LES DOM
Matrice eau
Tableau 29 : substances pertinentes complémentaires pour les DOM à surveiller dans les eaux de surface, matrice eau

Matrice sédiment
Tableau 30 : substances pertinentes complémentaires pour les DOM à surveiller dans les eaux de surface, matrice sédiment

ANNEXE IV
PRÉCONISATIONS POUR LES MÉTHODES À UTILISER POUR LE CONTROLE DES ÉLÉMENTS DE QUALITÉ, PARAMÈTRES OU GROUPES DE PARAMÈTRES POUR LE PROGRAMME DE SURVEILLANCE DES EAUX DE SURFACE
De manière générale, la période à laquelle les contrôles sont effectués doit être déterminée de manière à réduire au maximum l’effet des variations saisonnières et/ou des événements hydrologiques particuliers sur les résultats.
Les analyses des eaux, des sédiments et du biote nécessaires à la mise en œuvre et au suivi du programme de surveillance sont effectuées par des laboratoires agréés pour les éléments de qualité et paramètres analysés conformément aux dispositions prévues par l’article L. 212-2-2 du code de l’environnement.
Les modalités d’agrément des laboratoires sont définies par l’arrêté du 27 octobre 2011 portant modalités d’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques au titre du code de l’environnement.
Dans le cas où ces méthodes ne sont pas disponibles ou ne sont pas adaptées aux spécificités des milieux, notamment en outre-mer, le préfet coordonnateur de bassin fixe les méthodes à utiliser dans le bassin et les notifie à l’Agence française pour la biodiversité.
Dans certains cas, le respect des objectifs de bon état et de non-dégradation des masses d’eau peut nécessiter la mise en œuvre de limites de quantification (LQ) qui soient inférieures à celles mentionnées dans l’avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l’agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l’eau et des milieux aquatiques. La fixation de LQ plus contraignantes pour la mise en œuvre de la surveillance est alors laissée à l’appréciation des bassins.
1. Description des outils, méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons pour les cours d’eau
1.1. Eléments biologiques
Les méthodes de mesure, de prélèvement et d’analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous.
Les documents de référence technique indiqués peuvent être, selon les cas, des protocoles techniques, des normes expérimentales ou homologuées, des guides techniques. Certains de ces référentiels étant encore évolutifs, il conviendra d’utiliser les versions et documents d’application les plus à jour. Par exemple, les normes qui auront été publiées en remplacement de protocoles techniques, ainsi que les guides d’application publiés en appui à l’application des normes.
Pour assurer le suivi des opérations de surveillance comme pour permettre la mise en œuvre des prescriptions de démarche qualité, le lieu de chaque mesure hydrobiologique sera tracé avec précision. Les coordonnées géographiques précises des limites du « point de prélèvement » (au sens du dictionnaire Sandre), exprimées dans le système Lambert 93, seront relevées lors de chaque mesure. Le point exact à considérer est celui précisé dans chaque protocole d’échantillonnage ou de relevé hydrobiologique.
1.1.1. Phytoplancton
1.1.1.1. Méthode ou principes applicables en métropole
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– XP T90-719 – Qualité de l’eau – échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.
Méthodes ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme européenne : NF EN 15204. Qualité de l’eau – Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
– l’application de cette norme doit suivre les prescriptions du détail opératoire précisées dans le chapitre « 5 – analyse du phytoplancton » du protocole standardisé d’échantillonnage, de conservation, d’observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d’eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d’eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1.).
1.1.1.2. Méthode ou principes applicables en Guyane
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– XP T90-719 – Qualité de l’eau – échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.
Méthodes ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme européenne : NF EN 15204. Qualité de l’eau – Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
– l’application de cette norme doit suivre les prescriptions du détail opératoire précisées dans le chapitre « 5 – analyse du phytoplancton » du protocole standardisé d’échantillonnage, de conservation, d’observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d’eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d’eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1.).
1.1.2. Phytobenthos : diatomées
1.1.2.1. Méthodes ou principes applicables en métropole
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : NF T90-354. Qualité de l’eau – Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d’eau et canaux.
1.1.2.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – l’indice diatomiqués ntillaisAn(IDA)
1.1.2.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – d’indice diatomiqueées nion (IDR). ;.
1.1.2.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique de mise en œuvre de l’indice diatomées Mayotte dès parution ;
– Norme française : NF T90-354. Qualité de l’eau – Échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d’eau et canaux ;
– Compte-tenu des spécificités de l’environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Mayotte, des adaptations du protocole d’échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner…).
1.1.2.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique de mise en œuvre de l’indice diatomées Guyane dès parution ;
– Norme française : NF T90-354. Qualité de l’eau – Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d’eau et canaux ;
– Compte-tenu des spécificités de l’environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Guyane, des adaptations du protocole d’échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner…).
1.1.3. Macrophytes : angiospermes, bryophytes ptéridophytes et macro-algues
La définition du protocole est uniquement applicable en métropole. Cet élément de qualité biologique est jugé non pertinent pour les DOM.
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : NF T90-395. Qualité de l’eau – Détermination de l’indice biologique macrophytique en rivière (IBMR) ;
– Guide d’application de la norme NF T90-395 (dès son homologation).
1.1.4. Faune benthique invertébrée
1.1.4.1 Méthodes ou principes applicables en métropole
Cas des cours d’eau peu profonds
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Norme française : NF T90-333 : Qualité de l’eau – Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes.
– Guide d’application : FD T90-733 Qualité de l’eau – Guide d’application de la norme NF T90-333.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l’eau – Traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau.
– Guide d’application : GA T90-788 : Qualité de l’eau – Guide d’application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau).
Cas des cours d’eau profonds
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Protocole expérimental d’échantillonnage « invertébrés » en grands cours d’eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental).
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l’eau – Traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau.
– Guide d’application : GA T90-788 : Qualité de l’eau – Guide d’application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau).
Cas des canaux
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Protocole expérimental d’échantillonnage « invertébrés » en grands cours d’eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental).
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son homologation) : Qualité de l’eau – Traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau.
– Guide d’application : GA T90-788 : Qualité de l’eau – Guide d’application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau).
1.1.4.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique
Méthode ou principe d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – l’indice biologique macro-invertébrés Antilles -(IBMA).
1.1.4.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion
Méthode ou principe d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique de mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – l’indice Réunions macro-invertébrés – IRM.
1.1.4.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– guide méthodologique pour la mise en œuvre de l’indice macro-invertébrés Mayotte dès parution ;
– Norme française : NF T90-333: Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l’eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes, 2009 ;
– Protocole à adapter en fonction des spécificités de l’environnement étudiée l’édition œuvre de l
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l’eau. Traitement au laboratoire d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau. 2010 ;
– Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons mahorais (dès parution du guide de mise en œuvre de l’indice macro-invertébrés Mayotte).
1.1.4.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane
Méthode ou principe d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – Score moyen des éphéméroptères de Guyane (SMEG).
1.1.5. Ichtyofaune (et macro-crustacés pour les DOM insulaires)
1.1.5.1 Méthodes ou principes applicables en métropole
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier les chapitres 4, 6 et 7 de la norme.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Persat H., Feunteun E., Allardi J. (coords), 2011. Les poissons d’eau douce de France. Biotope, Mèze ; Museum National d’Histoire Naturelle, Paris (collection Inventaires et biodiversité), 552 p.) ;
– Biométrie – Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.
1.1.5.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et Martinique
Dans l’attente de la définition d’un nouvel indice de bioindication de la qualité de l’eau propre aux cours d’eau antillais à partir des poissons et des macro-crustacés, les protocoles d’échantillonnage et d’analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux aux cas antillais.
Méthode ou principes d’échantillonnage recommandés:
– Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier les chapitres 4, 6 et 7 de la norme.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Biométrie – Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.
1.1.5.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – l’indice Réunion poissons – IRP.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Keith, P., G. Marquet, P. Valade, P. Bosc, and E. Vigneux. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d’eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles, Muséum national d’Histoire Naturelle, Paris, Collection Patrimoines Naturels, 65 p.
1.1.5.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte
Dans l’attente de la définition d’un indice de bioindication de la qualité de l’eau propre aux cours d’eau mahorais à partir des poissons, les protocoles d’échantillonnage et d’analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux au cas mahorais.
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier les chapitres 4, 6 et 7 de la norme.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Biométrie – Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l’électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d’eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.
– Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Marquet G., Valade P., Bosc P., Vigneux E. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d’eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles. Muséum national d’histoire naturelle, Paris. Patrimoines naturels, 250 p.).
1.1.5.6. Méthodes ou principes applicables en Guyane (poissons uniquement)
– Guide méthodologique pour la mise en œuvre d’indices biologiques en outre-mer – l’indice poissons Guyane global – IPG-global.
– Niveau de détermination : espèce (réf. : Planquette, P., Keith, P., Le Bail, P.Y. – 1996 – Atlas des poissons d’eau douce de Guyane. Tome 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 429p. / Keith, P., Le Bail, P.Y., Planquette, P. – 2000 – Atlas des poissons d’eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 286p. / Le Bail, P.Y., Keith, P., Planquette, P. – 2000 – Atlas des poissons d’eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 2. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 307p.)
1.2. Eléments physico-chimiques
Ces paramètres sont applicables aux DOM (sauf ceux de la matrice sédiment pour la Réunion).
Tableau 31 : paramètres physico-chimiques pour les cours d’eau

Définition du groupe 6 : substances de l’état chimique, polluants spécifiques de l’état écologique et substances pertinentes à surveiller.
Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l’eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l’exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l’eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d’échantillonnage et d’analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente.
Dans l’attente de la publication de ce guide, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s’appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d’Aquaref dans sa version la plus récente.
1.3. Eléments hydromorphologiques
Pour chaque élément de qualité sont prescrits ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description ainsi que leur utilisation.
Trois éléments de qualité sont pris en compte pour l’hydromorphologie :
– le régime hydrologique (quantité et dynamique du débit, connexion résultante aux eaux souterraines). Il s’agit également d’une composante majeure des conditions environnementales nécessaire à l’interprétation de la biologie ;
– la continuité de la rivière. Il s’agit des dimensions longitudinale et latérale de l’hydrosystème. Elle traduit la migration des organismes aquatiques et la continuité sédimentaire (transferts des flux solides). Pour la surveillance, cet élément de qualité ne peut être considéré qu’en replaçant la station du réseau de contrôle de surveillance (RCS) dans son contexte d’axe ou de linéaire fluvial ;
– les conditions morphologiques (types de chenaux, variations de largeur et de profondeur, faciès et vitesses d’écoulement, état du substrat, état et structure des rives, zone riparienne).
Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences du contrôle de surveillance sont définies à l’annexe VI du présent arrêté.
1.3.1. Régime hydrologique
La surveillance peut être initiée en s’appuyant sur le référentiel de mesure des débits suivants :
– Réseau de mesures national HYDRO ; ministère de l’environnement, de l’énergie et de la mer, 2017. Charte qualité de l’hydrométrie – Guide des bonnes pratiques. France, 83 p. (http://www.eaufrance.fr/site-156/documents/?id_article=615).
D’autres outils peuvent permettre de comprendre les régimes hydrologiques non influencés de certains sites où il n’existe pas de mesures :
– Reconstitution des chroniques hydrologiques journalières – Méthode de simulation de débits en site non jaugé développée par l’Irstea (http://carmen.carmencarto.fr/66/AFB_Reconstitution-chroniques-hydrologiques.map) et fichier d’avertissement sur les limites des reconstitutions à lire avant utilisation.
1.3.2. Continuité de la rivière
La surveillance peut être initiée en s’appuyant sur l’exploitation du référentiel des obstacles à l’écoulement (ROE) et la méthode de recueil d’informations sur la continuité écologique (ICE), qui porte sur la continuité piscicole à la montaison au niveau de chaque obstacle.
Le ROE permet de recenser les ouvrages faisant obstacles aux écoulements et de calculer des indicateurs de pressions liées à ces structures.
L’ICE permet d’évaluer les problématiques de montaison piscicole par groupe d’espèces au niveau de chaque obstacle suivant des classes de franchissabilité comprises entre 0 et 1. S’agissant de la dévalaison piscicole, au regard de la complexité des mécanismes biologiques et de la nécessité de disposer d’une bonne connaissance de l’hydrologie du cours d’eau, aucune méthode d’évaluation par un indicateur n’existe. ICE se propose toutefois de recueillir les éléments caractéristiques de l’ouvrage, indispensables à la consolidation de l’expertise pour l’appréhension de ces impacts.
Guides de référence :
Pour le référentiel des obstacles à l’écoulement (ROE)
– Sandre, 2015. Description des ouvrages faisant obstacle à l’écoulement, Dictionnaire de données, 128 p.
– Sandre, 2015. Obstacles à l’écoulement, Présentation des données, 80 p.
– Sandre, 2016. Diffusion du référentiel des obstacles à l’écoulement des obstacles à l’écoulement aux formats simplifiés, 32 p.
Pour la méthode de recueil d’informations sur la continuité écologique (ICE)
– ONEMA, 2014. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons. Principes et méthodes. Onema, 200 p.
– ONEMA, 2015. ICE, Informations sur la continuité écologique, Protocole de terrain pour l’acquisition des données, 88 p.
1.3.3. Conditions morphologiques
La méthode de caractérisation de l’hydromorphologie des cours d’eau (CARHYCE) est mise en œuvre. Elle permet, par des mesures standardisées sur les cours d’eau, de reconstituer leurs morphologies, de calculer les paramètres de géométrie au jour d’acquisition et à plein bord mais aussi les paramètres relatifs à leur dynamique et à la diversité des formes du lit, ainsi que de caractériser les sédiments. Le traitement des informations collectées permet une estimation du niveau d’altération des paramètres de fonctionnement du cours d’eau au travers d’un indicateur morphologique global (IMG)auquel s’associent des indicateurs plus contextuels sur la structure de la ripisylve et de la granulométrie des sédiments.
A ce stade de développement du CARHYCE, le protocole ne s’applique que pour les cours d’eau prospectables à pied.Guide de référence :
– AFB, 2017. CARHYCE : caractérisation de l’hydromorphologie des cours d’eau : protocole de recueil de données hydromorphologiques à l’échelle de la station sur des cours d’eau prospectables à pied. 56 p.
2. Description des outils, méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons pour les plans d’eau
2.1. Eléments biologiques
Les méthodes de mesure, de prélèvement et d’analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous.
Les fréquences de contrôle sont indiquées à l’annexe VI du présent arrêté.
2.1.1. Phytoplancton
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– XP T90-719 – Qualité de l’eau – échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures.
Méthode ou principe de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme NF EN 15-204 – Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
– Protocole standardisé d’échantillonnage, de conservation, d’observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d’eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d’eau (version 3.3.1).
2.1.2. Macrophytes (angiospermes, macro-algues, bryophytes)
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son homologation). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d’eau ;
– Guide d’application : FD T90-728 – Guide d’application de la norme expérimentale XP T90-328 « échantillonnage des macrophytes en plans d’eau ».
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son homologation). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d’eau ;
– Guide d’application : FD T90-728 – Guide d’application de la norme expérimentale XP T90-328 « échantillonnage des macrophytes en plans d’eau ».
2.1.3. Faune benthique invertébrée
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
– Protocole test pour les invertébrés en plans d’eau :
« Annexe technique : protocole test » du rapport relatif au développement d’un indice macro-invertébrés lacustres DCE français (Nicolas Dedieu et Valérie Verneaux – novembre 2017 – université de Franche-Comté (ou version ultérieure de ce protocole ou norme ultérieure).
2.1.4. Ichtyofaune
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Norme européenne : NF EN 14757 (juillet 2015) – T90-366. Qualité de l’eau – échantillonnage des poissons à l’aide de filets maillants.
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme européenne : NF EN 14757 (juillet 2015) – T90-366. Qualité de l’eau – échantillonnage des poissons à l’aide de filets maillants.
2.1.5 – Diatomées
Méthode ou principes d’échantillonnage :
– Irstea, 2013. Echantillonnage des communautés de phytobenthos en plan d’eau, 8 p. (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce prototype de protocole).
Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
– Norme française : NF T90-354. Qualité de l’eau – Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d’eau et canaux.
2.1.6 – Cas des départements d’outre-mer
En outre-mer, à ce stade des connaissances, seule la méthodologie d’échantillonnage du phytoplancton est transposable. La fréquence de suivi préconisée dans la méthodologie reste à consolider La pertinence des autres éléments de qualité biologique et de leurs protocoles d’échantillonnage devra être précisée. L’AFB proposera (en lien avec le pôle AFB-IRSTEA d’hydro-écologie des plans d’eau) une méthodologie d’acquisition de données afin de pouvoir qualifier le bon état ou le bon potentiel à dire d’expert.
2.2. Eléments physico-chimiques
Ces paramètres sont applicables aux DOM.
Tableau 32 : paramètres physico-chimiques pour les plans d’eau

Définition du groupe 6 : Substances de l’état chimique, polluants spécifiques de l’état écologique et substances pertinentes.
Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l’eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l’exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l’eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d’échantillonnage et d’analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente.
Dans l’attente de la publication de ce guide, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s’appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d’Aquaref dans sa version la plus récente.
2.3. Eléments hydromorphologiques
Pour chaque élément de qualité sont précisés ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description. Deux éléments de qualité sont pris en compte :
– le régime hydrologique (amplitude et dynamique du marnage, quantité et dynamique des débits entrant et sortant, temps de séjour, connexion avec les eaux souterraines);
– les conditions morphologiques (état et structure des rives, variation de la profondeur du lac, état et structure du substrat).
Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences du contrôle de surveillance sont définies à l’annexe VI du présent arrêté.
2.3.1 – Régime hydrologique
A ce jour, il n’existe pas de méthodes standardisées pour la surveillance des paramètres hydrologiques des plans d’eau. Ces données sont globalement déficitaires, ce qui engendre une surveillance et une évaluation incomplète des paramètres hydromorphologiques. Pour les écosystèmes dotés d’une gestion hydraulique contrôlée, il est a minima nécessaire de rechercher les chroniques disponibles (sur le plan de gestion considéré) auprès des gestionnaires locaux, en particulier pour :
– le suivi des variations de niveaux d’eau (amplitude et dynamique du marnage) ;
– le suivi des débits entrants et sortants (si dispositif de suivi existant).
Les données disponibles doivent être transmises sous format numérique au pôle R&D AFB-Irstea pour être bancarisées dans la base nationale plans d’eau.
2.3.2 – Conditions morphologiques
Les protocoles développés et standardisés, à utiliser pour recueillir les données du contrôle de surveillance concernant les conditions morphologiques des plans d’eau sont listés ci-dessous. Ces méthodes sont applicables aux DOM.
TiFB (DIR)- ALBER = Protocole de terrain consacré à la caractérisation des altérations des berges des plans d’eau.
Norme française : XP T90-714 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l’eau – Qualité des milieux – Caractérisation des altérations des berges de plans d’eau.
Guides de référence :
Pôle AFB-IRSTEA, 2017. Protocole de caractérisation des altérations des berges.
– CHARLI = Protocole de terrain consacré à la Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d’eau.
Norme française : XP T90-718, août 2016 Qualité de l’eau – Qualité des milieux – Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d’eau.
Guides de référence :
Pôle AFB-Irstea, 2017. Protocole de caractérisation des habitats des rives et du littorale des plans d’eau.
– BATHYMETRIE = Protocole de terrain d’analyse bathymétrique de la forme et des variations de profondeur du plan d’eau. La bathymétrie constitue une donnée initiale et doit être réactualisée dès lors que l’on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques). Cette caractéristique sera appréciée à dire d’expert par les directions régionales de l’AFB.
Guide de référence :
Alleaume et al., 2010. Bathymétrie des plans d’eau. Protocole d’échantillonnage et descripteurs morphométriques. Rapport du pôle ONEMA/CEMAGREF, 24 p.
– SEDIMENTS = Protocole de terrain de caractérisation des sédiments des fonds lacustres par hydroacoustique. Ce protocole est expérimental, il pourra en conséquence être consolidé au prochain cycle. Le type et la répartition du substrat des fonds lacustres constituent une donnée qui pourra être initiée puis réactualisée dès lors que l’on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques générant une accélération des dépôts sédimentaires et le vieillissement prématuré des plans d’eau : apports de fines, eutrophisation, etc.). Cette caractéristique sera appréciée à dire d’expert par les directions régionales de l’AFB. Les relevés peuvent être réalisés de manière simultanée avec le protocole de relevé bathymétrique, dès lors que le matériel le permet (système RoxAnn).
Guide de référence :
Mouget et al., 2017. Protocole d’utilisation du système RoxAnn© pour la classification des fonds lacustres. Rapport INRA/Pôle AFB-Irstea, 49 p.
3. Description des outils, méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons pour les eaux littorales
Les méthodes suivantes sont détaillées dans le guide relatif aux règles d’évaluation de l’état des eaux littorales.
3.1. Éléments biologiques
Les méthodes de mesure, de prélèvement et d’analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l’annexe VI du présent arrêté.
3.1.1. Phytoplancton
Protocole d’échantillonnage
Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et :
– pour les eaux côtières de Manche et d’Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
– pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ;
– pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
– pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures.
Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à d’une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).
Indicateurs et paramètres :
L’indicateur phytoplancton (EQB) est composé de 3 indices :
– IB (indice de biomasse), calculé à partir de la concentration en chlorophylle-a du phytoplancton retenu par un filtre GF/F de 0.7 µm de maille.
– IA (indice d’abondance), calculé comme un pourcentage de blooms acceptables sur la période de gestion (grilles). Ces blooms sont considérés éligibles si les abondances d’un taxon dépassant des seuils définis pour les fractions micro- et nanophytoplanctoniques selon la masse d’eau et la région étudiée. Ce sont donc, les identifications et dénombrements phytoplanctoniques qui serviront à bâtir l’indice IA. Il est utilisé le microscope optique pour les fractions micro- et nanophytoplanctoniques, si ces dernières sont en colonie, ou par la méthode de cytométrie en flux pour le pico- et nanophytoplancton dans le cas des lagunes et eaux oligotrophes.
– IC (indice de composition). Non défini encore par l’UE ni par les États membres. Il pourrait être calculé à partir des identifications et dénombrements phytoplanctoniques, mais présente l’inconvénient que la fraction picophytoplanctonique et une part du nanophytoplancton échappent à l’identification par microscopie optique. Une alternative a été présentée avec les pigments obtenus par chromatographie liquide (HPLC). Voir Lampert (2017).
Méthodes d’analyse :
Les paramètres mesurés sont la biomasse chlorophyllienne (chlorophylle-a), et l’identification et dénombrement des taxons de la fraction microphytoplanctonique et du nanophytoplancton colonial (flores totales et/ou indicatrices). Dans le cas des lagunes la cytométrie en flux permettra de dénombres le pico- et nanophytoplancton en quelques groupes fonctionnels.
La concentration en chlorophylle-a peut être déterminée après filtration et extraction à l’aide de 3 techniques :
– la méthode spectrophotométrique (Aminot et Kérouel, 2004) ;
– la méthode fluorimétrique (Aminot et Kérouel, 2004) ;
– la méthode chromatographique HPLC (van Heukelem and Thomas, 2001 ; Wright et al., 1991; Zapata et al., 2000).
Les résultats sont exprimés en microgramme par litre d’eau brute.
Dans l’état d’avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle-a obtenues à l’aide de capteurs de fluorescence in vivo sont des mesures semi-quantitatives qui ne peuvent pas être interprétées avec la même grille de lecture que les mesures réalisées au laboratoire avec les méthodes décrites ci-dessus.
Par contre, dans la mesure où l’équivalence des résultats a été démontrée, il est possible d’utiliser les images satellites pour l’évaluation de la chlorophylle-a en masse d’eau côtière.
Abondances phytoplanctoniques :
L’identification et le dénombrement des cellules des fractions micro- et nanophytoplanctoniques (ces dernières en colonie) [flores totales et/ou indicatrices] sont effectués sous microscope inversé selon la méthode d’Uthermöhl (1958). Les procédures sont décrites dans la norme NF EN 15204. L’identification se fait au plus précis, espèce ou genre si possible, sinon à un niveau taxonomique supérieur (famille, voire classe). Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d’eau brute.
Par cytométrie de flux, c’est la méthode décrite par Sieburth et al. (1978) qui devra être utilisée. Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d’eau brute.
Références
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins – Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (HYPERLINK « http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html » http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html)
Lampert, Luis. 2017. « Calcul d’un indice de composition phytoplanctonique pigmentaire pour les eaux guyanaises (DCE) », juin. http://archimer.ifremer.fr/doc/00389/50040/.
Norme NF EN 15204 (2006). Qualité de l’eau – Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl). 39 pages.
Miossec L. (2013) Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013, 32 p.
Sieburth, J., Smetacek, V., Lenz, J. (1978). Pelagic ecosystem structure : heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions. Limnol. Oceanogr. 23: 1256-1263.
Uthermöhl H. (1958). Zur vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mit. tint. ver theor. angew. Limnol. 9 : 1-38.
Van Heukelem L., Thomas C (2001). Computer-assisted high-performance liquid chromatography method development with applications to the isolation and analysis of phytoplankton pigments. Journal of chromatography A, 910, 31-49.
Wright, S.W., Jeffrey, S.W., Mantoura R.F.C., Lewellyn C.A., Bjornland T., Repeta D., Welschmeyer N.A. (1991). Improved HPLC method for the analysis of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Marine Ecology Progress Series 77: 183-196.
Zapata, M, Rodríguez, F., Garrido J., (2000). Separation of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton:a new HPLC method using a reversed phase C8 column and pyridine-containing mobile phases. Marine Ecology Progress Series 195: 29-45.
3.1.2. Macro-algues (eaux côtières – façade Méditerranée)
Protocole d’échantillonnage
Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieur de l’infralittoral.
Observations et relevés à partir d’un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d’observation mai-juin.
Méthode d’analyse
Géomorphologie et présence/absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long.
Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale – CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies – Rapport AQUAREF 2014 – 13 p (sous presse) (nb de pages).
Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624 – Cap Lardier – Cap Taillat – Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.
Thibaut T., Mannoni P.A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J.M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues – Bassin Rhône Méditerranée Corse – Application de la directive Cadre Eau – Rapport d’état écologique des masses d’eau. Contrat Agence de l’Eau RMC – Unsa : 38 p + Atlas cartographique.
Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée
Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2009 01 11, 31 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2009 1431, 24 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2011 011, 22 pages.
3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition – façade Manche Atlantique)
Protocole d’échantillonnage
Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1500 et 4000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d’algues.
Méthode d’analyse
Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d’algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope
Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 – 32 p.
3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières – façade Manche Atlantique)
Protocole d’échantillonnage
Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d’espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l’estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l’analyse se fait dans 3×3 quadrats (n=9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l’estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).
Méthode d’analyse
Déterminations algales à l’œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l’oeil nu ou bien à l’aide d’un GPS et du logiciel ARGIS
Références
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. – Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012
3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières – façade Manche Atlantique
Protocole d’échantillonnage
Identification qualitative et quantitative en plongée d’espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l’infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.
Méthode d’analyse
Les déterminations algales se font à l’œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l’infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.
Références
Derrien-Courtel S. et Le Gal A. – Protocole de surveillance DCE pour l’élément de qualité « Macroalgues subtidales » – second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d’Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014.
Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Submitted to Ecological indicators, 23/02/2015
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. – Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012
3.1.6. Angiospermes (eaux côtières – façade Méditerranée)
Protocole d’échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l’état dynamique (échelle qualitative) de l’herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m² ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n=20)
Méthode d’analyse
Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).
Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale – CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies – Rapport AQUAREF 2014, 13 pages
Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index: PREI. Marine Pollution Bulletin, 58, 1727 – 1733.
Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie) – Validation du protocole de calcul de l’EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/DOP/LER-PAC/08-01, 40 pages.
3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition – façade Manche Atlantique)
Protocole d’échantillonnage
Zostera noltii
L’échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d’une grille d’échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l’aide d’un carottier ; prélèvement d’algues.
Zostera marina
Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l’aide d’un carottier ; prélèvement d’algues
Si problème d’identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.
Méthode d’analyse
Zostera noltii
Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semi-automatique des photos à l’aide d’un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre).
Zostera marina
Si problème d’identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope.
Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en pourcentage du wasting disease.
Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 – 32 p.
Auby I., Dalloyau S., Fortune M., Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M., Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l’Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/LER/MPL/13.01, mars 2013.
3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition – façade Méditerranée)
Protocole d’échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m²) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment.
Si problème d’identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.
Méthode d’analyse
Si problème d’identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).
Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale – CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies – Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.
Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.
3.1.9. Invertébrés benthiques de substrat meuble (façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)
Protocole d’échantillonnage
– Façade Manche Atlantique (eaux côtières et de transition) :
– zone intertidale : échantillonnage à l’aide d’un carottier ou d’un quadrat (surfaces entre 0,03 et 0,1 m² – de 5 à 9 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1 mm ;
– zone subtidale : échantillonnage, à l’aide de bennes Van Veen, Smith-Mc Intyre ou Ekman-Birge (surfaces entre 0,025 et 0,1 m² – de 5 et 10 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm.
– Façade Méditerranée (eaux côtières) :
– échantillonnage à l’aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m², 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1mm.
– Façade Méditerranée (eaux de transition) :
– prélèvements réalisés à l’aide d’une benne Eckmann – Birge (surface de 0,0225 m² ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d’oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.
Méthode d’analyse
Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l’abondance spécifique, la biomasse spécifique.
Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.
Références
Norme NF EN ISO 16665 (lignes directrices pour l’échantillonnage quantitatif et le traitement d’échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles).
3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (La Réunion)
Protocole d’échantillonnage
– Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m², 5 réplicats par station pour l’analyse faunistique et 1 pour l’analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1mm
Méthode d’analyse
Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l’abondance par taxon.
Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.
Références
Norme NF EN ISO 16665 (Lignes directrices pour l’échantillonnage quantitatif et le traitement d’échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles)
Ropert Michel, Bigot Lionel, Frouin Patrick, Maurel Laurence, Scolan Pierre, Duval Magali, Le Goff Ronan, Talec Pascal, Turquet Jean, Vermenot Coralie (2012). Fascicule technique pour la mise en oeuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE « Benthos de Substrats Meubles » à La Réunion. http://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/
3.1.11. Benthos récifal – pente externe (La Réunion)
Protocole d’échantillonnage
L’échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d’échantillonnage sont mise en œuvre : Line Intercept Transect (3 x 20 m), Belt Transect (3 x 20 m x 4 m) et Quadrat (5 x 1 m2).
NB : Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l’indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires.
Méthode d’analyse
Les paramètres relevés en plongée et synthétisés au bureau sont pour les coraux dur: le recouvrement en corail vivant, le recouvrement en acropores branchus et tabulaires ; pour les algues le recouvrement en algues dressées et le recouvrement en algues calcaires ; pour les alcyonaires : le recouvrement.
NB : la liste complète des paramètres à relever pour faire évoluer l’indicateur sont pour les coraux : le recouvrement, les groupes fonctionnels, les taxons, les maladies et nécroses, le recrutement ; pour les algues : le recouvrement et les groupes fonctionnels ; pour les invertébrés : l’abondance.
Références
Ropert Michel, Bigot Lionel, Chabanet Pascale, Cuet Pascale, Nicet Jean-Benoit, Maurel Laurence, Scolan Pierre, Cambert Harold, Cauvin Bruce, Duval Magali, Le Goff Ronan, Pothin Karine, Mouquet Pascal, Quod Jean-Pascal, Talec Pascal, Turquet Jean, Vermenot Coralie, Zubia Mayalen (2012). Fascicule technique pour la mise en œuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE « Benthos de Substrats Durs » à La Réunion. http://archimer.ifremer.fr/doc/00167/27806/
Hill J. et Wilkinson C., 2004. Methods for Ecological Monitoring of Coral Reefs. Version 1. Livre 123p.
3.1.12. Benthos Récifal (Antilles)
Protocole d’échantillonnage
Echantillonnage en plongée sur 6 transects pérennes de 10 m avec relevés de type « point intercept » (PIT). Identification de la nature du substrat et les taxons présents en un point sous le transect tous les 20 cm.
Méthode d’analyse
Echantillonnage de la composition et de l’abondance relative des peuplements coralliens et des autres organismes benthiques susceptibles d’être en compétition avec les coraux (algues et invertébrés sessiles). Reconnaissance au niveau du genre pour les macroalgues et les coraux. Les résultats permettent de calculer les indices « corail » et « macroalgues ». L’indice « corail » est le rapport « couverture corallienne vivante / substrat colonisable par les coraux ».
Références
Bouchon, C., Bouchon-Navaro, Y., Louis, M., 2004. Critère d’évaluation de la dégradation des communautés coralliennes dans la région Caraïbe. Revue d’Ecologie (la Terre et la Vie), 59 (1-2) : 113-121.
Impact Mer, Pareto, Equilibre, 2010. Directive Cadre sur l’eau : Suivi des stations des réseaux de référence et de surveillance des Masses d’Eau côtières et de Transition au titre de l’année 2009. – Volet Biologie. Rapport de synthèse : Réseau de surveillance. Rapport pour : DIREN Martinique, 166 (annexes inclues) pp.3.1.13. Poissons (eaux de transition – façade Manche Atlantique).
Protocole d’échantillonnage
Echantillonnage au chalut à perche, de taille adaptée à celle de l’estuaire :
– pour les grands estuaires (par exemple Gironde, Loire, Seine) : grand chalut à perche classique de 3 mètres ;
– pour les estuaires de taille moyenne ou réduite, ou encore avec des fonds irréguliers (par exemple Adour, Charente) : petit chalut à perche de 1,5 mètre.
Le secteur d’étude est situé dans la partie tidale des estuaires. La répartition des zones d’échantillonnage dans l’estuaire devra être représentative de ceux-ci.
Pour les estuaires présentant 3 zones halines : à l’intérieur de chaque MET, répartition des traits de chalut à perche, au sein de la zone la plus aval, de la zone médiane et de la zone plus amont, de manière à échantillonner les trois secteurs de salinité différente de manière homogène, avec un minimum de 8 traits au sein de chaque zone haline.
Pour les estuaires ne présentant pas les 3 zones halines : échantillonnage selon une répartition géographique de ses zones halines, en intégrant la majeure partie de ses habitats essentiels.
Pour les masses d’eau ne présentant qu’une seule zone haline, un minimum de 12 traits sera effectué.
Des variables environnementales sont aussi relevées (température, salinité, conductivité, oxygène dissous au fond). Une norme AFNOR décrivant l’échantillonnage des poissons en estuaire à l’aide de chalut à perche est disponible.
Méthode d’analyse
Les captures de chaque trait de chalut sont traitées autant que possible à bord : identifications, mesures, pesées. Pour les très petits individus et les juvéniles, une conservation en vue d’un examen au laboratoire peut être nécessaire (glace ou possibilités de réfrigération, si besoin éviter le formol et préférer l’alcool).
– Identification jusqu’à l’espèce.
– Mesures à la fourche (et au mm) pour les espèces ayant une fourche et longueur totale pour les autres espèces. En cas d’effectif supérieur à 30 individus, pour une espèce dans un trait, seul un échantillon (30 poissons pris au hasard) représentatif des tailles de l’ensemble du trait, est mesuré ; les individus surnuméraires étant uniquement comptés pour obtenir l’effectif global. En cas de très gros échantillon, un sous-échantillonnage est réalisé pour estimer l’effectif total de l’échantillon.
– Le poids total par espèce et par trait est noté. Pour les individus de plus de 50 g, le poids individuel est aussi relevé. En cas de traitement au laboratoire les poids individuels inférieurs à 50 g sont aussi notés.
Références
Lepage M, Girardin M., Bouju V., 2009. Inventaire Poisson dans les eaux de transition. Protocole d’échantillonnage pour les Districts de la façade Atlantique et Manche. Version 3 du 06/04/2009. CEMAGREF, 29 p.
AFNOR (2011). XP T 90-701 juin 2011 – Qualité de l’eau – Echantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires. Norme expérimentale. 16 p.
3.2. Eléments physico-chimiques en eaux littorales
Les méthodes de mesure, de prélèvement et d’analyse à utiliser pour les contrôles des éléments physico-chimiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l’annexe VI du présent arrêté.
3.2.1. Température, salinité, transparence, oxygène dissous
Protocole d’échantillonnage
Les paramètres mesurés, de préférence in situ, en sub-surface (0-1 m) sont la température, la salinité, la turbidité. Les paramètres mesurés au fond de la colonne d’eau sont l’oxygène, la température et la salinité. Lorsque le matériel le permet, il est souhaitable d’effectuer un profil de ces trois paramètres sur l’ensemble de la colonne d’eau.
Méthode d’analyse
Les mesures de température, salinité, turbidité et de l’oxygène sont effectuées in situ à l’aide de sondes (Daniel, 2009). Les mesures de salinité et de turbidité peuvent être toutefois effectuées sur échantillon au laboratoire dans des délais acceptables (Aminot et Kérouel, 2004).
Les sondes doivent faire l’objet d’opérations rigoureuses de métrologie (contrôle, vérification, étalonnage). Les capteurs de turbidité doivent être conformes aux spécifications de la norme NF EN ISO 7027-1.
Références
Aminot A. et Kérouel R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins – Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html)
3.2.2. Nutriments
Protocole d’échantillonnage
Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et :
– pour les eaux côtières de Manche et d’Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
– pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ;
– pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
– pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures.
Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à l’aide d’une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).
Méthode d’analyse
Les nutriments inorganiques dissous (ammonium, nitrate, nitrite, orthophosphate, orthosilicate) et les nutriments dissous totaux (azote total dissous et phosphore total dissous) sont dosés de préférence en flux continu selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2007) ou de façon « manuelle » selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2004). Ces méthodes ont fait l’objet de fiches méthodes AQUAREF (http://www.aquaref.fr).
Références
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins – Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Aminot A. et Kérouel R. (2007). Dosage automatique des nutriments dans les eaux marines : méthodes en flux continu. Ed. Ifremer, 188 p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin.
(http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html)
3.2.3 Micropolluants
Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l’eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l’exception des métaux mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l’eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.
4. Description des outils, méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons pour les eaux souterraines
Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :
Conformément au guide pour la demande de prestation d’échantillonnage et d’analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente.
Dans l’attente de la publication de ce guide, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s’appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d’Aquaref dans sa version la plus récente.